Der Anbau von Pilzen und die Mykologie, die Wissenschaft von Pilzen, sind faszinierende Bereiche, die immer mehr Anhänger anziehen, sowohl Amateure als auch Fachleute.
Für diejenigen, die sich mit der Pilzzucht im Labor oder zu Hause vertraut machen möchten, ist die Verwendung von Petrischalen ein unverzichtbarer Ausgangspunkt.
Dieser praktische Leitfaden erklärt Ihnen, warum Sie Petrischalen verwenden sollten, wie Sie das richtige Nährmedium auswählen und stellt Ihnen eine einfache Methode zur Vorbereitung und zum Eingießen von Agarplatten für Ihre Mykologie-Experimente vor.
Warum verwendet man Petrischalen in der Mykologie?
Petrischalen sind flache und transparente Behälter, meist aus Kunststoff oder Glas, die hauptsächlich zur Kultivierung von Mikroorganismen auf einer Nähragar verwendet werden.
In der Mykologie ermöglichen sie die Schaffung einer kontrollierten Umgebung, um das Wachstum von Pilzen zu beobachten und zu untersuchen, sei es für die Forschung, das Klonen, die Auswahl von Stämmen oder einfach zum Lernen. Petrischalen bieten mehrere Vorteile:
- Kontrolle der Anbaubedingungen : Sie ermöglichen die Steuerung von Parametern wie dem Mediumtyp, der Temperatur, der Luftfeuchtigkeit und der Lichteinwirkung.
- Einfache Beobachtung : Der transparente Deckel erleichtert die direkte Beobachtung der Myzelentwicklung, ohne die Schale zu öffnen, wodurch das Kontaminationsrisiko minimiert wird.
- Leichte Isolierung und Selektion : Petrischalen ermöglichen die Isolierung spezifischer Stämme oder die Auswahl gesunder Myzelien für zukünftige Kulturen.
Die verschiedenen Kulturmedien für Petrischalen und ihre Verwendung
Die Wahl des Nährmediums ist in der Mykologie entscheidend, da sie das Wachstum und die Gesundheit der Pilze direkt beeinflusst. Nährmedien liegen in Form von Pulvern vor, die mit Wasser gemischt werden, und sind mit verschiedenen Nährstoffen angereichert, um das Pilzwachstum zu fördern. Hier sind die Haupttypen von Nährmedien und ihre Verwendungen:
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Milieu "MEA+" (Malzextrakt-Agar + Pepton)
Nährstoffreiches Medium, geeignet für den Anbau der meisten Myzelien. Es fördert auch die Entwicklung von Bakterien, was es zu einer guten Wahl macht, um die Reinheit der Luft oder von Proben (Kontaminationstests) zu überprüfen.
Medium "Sabouraud + Antibiotikum"
Angereichert mit einem Antibiotikum (in der Regel Chloramphenicol), begrenzt dieses Medium das bakterielle Wachstum und wird sehr selektiv. Es ist ideal für empfindliche Manipulationen wie das Klonen von Wildpilzen oder die Keimung von Sporen, besonders unter nicht sterilen Bedingungen. Das Myzelwachstum kann jedoch etwas langsamer sein als bei einem Medium wie MEA+.
Milieu "Wasser-Agar" (WA)
Agar ohne zugesetzte Nährstoffe. Verwendet für:
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die Reinigung von Stämmen aus kontaminiertem Gewebe,
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die natürliche Auslese (nur die Pilze überleben),
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spezifische Beobachtungen (Morphologie, Langsamwachstumstests). Es ist ein neutrales Medium, nützlich als Übergangsschritt.
Milieu "PDA" (Kartoffel-Dextrose-Agar)
Hergestellt aus Kartoffelextrakt und Glukose, ist es ein klassisches und universelles Medium in der Mykologie. Es fördert das Wachstum des Myzels und ermöglicht eine gute Beobachtung.
Verwendet für:-
die Allgemeinbildung des Myzels,
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die Stammsammlungs-Erhaltung,
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la Biomasseproduktion.
Er ist jedoch aufgrund seines hohen Zuckergehalts anfällig für Kontaminationen.
Milieu "MYA" (Malz-Hefe-Agar)
Enthält Malzextrakt und Hefe. Es ist besonders geeignet für:
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die Keimung von Sporen,
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die anspruchsvollen Arten (wie Hericium erinaceus oder bestimmte Waldarten),
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die Bedingungen, unter denen ein kräftiges Wachstum angestrebt wird.
Es kann mit Pepton angereichert werden, um ein sehr vollständiges Medium (MYPA) zu werden.
Milieu "GYEA" (Glukose-Hefe-Extrakt-Agar)
Eine einfache, aber nahrhafte Umgebung, bestehend aus Glukose, Hefeextrakt und Agar.
Vorteile :-
schnelles Wachstum,
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leicht anzupassende Formulierung,
mais weniger verwendet in der Routinekultur als MEA oder PDA.
Medium "Maismehl-Agar" (CMA)
Weniger reichhaltig, oft verwendet zur Beobachtung der Morphologie der Fortpflanzungsstrukturen (wie Sporen oder spezialisierte Hyphen).
Wenig in der Produktion verwendet, aber nützlich im Labor oder bei der taxonomischen Identifikation. -
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Rezept zur Herstellung von MEA- oder Sabouraud-Agar
Die Vorbereitung eines Nährbodens ist ein wesentlicher Schritt für die Kultivierung von Pilzen in Petrischalen. So stellen Sie einfach ein MEA- oder Sabouraud-Nährmedium her:
Benötigte Zutaten :
- 47 g Pulver von MEA- oder Sabouraud-Nährmedium.
- 1 Liter heißes Wasser (vorzugsweise destilliert oder demineralisiert).
Vorbereitungsschritte :
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Mélange : Lösen Sie 47 g Mittelpulver in 1 Liter heißem Wasser auf. Gut umrühren, um sicherzustellen, dass das Pulver vollständig aufgelöst ist.
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Sterilisation : Sterilisieren Sie die Mischung bei 121°C (15 PSI) für 20 bis 30 Minuten. Dies kann mit einem Autoklaven oder einem Schnellkochtopf durchgeführt werden. Dieser Schritt ist entscheidend, um alle unerwünschten Mikroorganismen zu beseitigen.
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Kühlung : Lassen Sie die Mischung auf etwa 45-50°C abkühlen. Diese Kühlung ist wichtig, um die Bildung von Kondensation auf den Deckeln der Petrischalen zu vermeiden.
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Coulage : In einer sterilen Umgebung (unter einer Laminar-Flow-Haube oder in der Nähe einer Bunsenbrennerflamme) gießen Sie das Agar in die Petrischalen. Stellen Sie sicher, dass die Dicke des Agars etwa 0,5 bis 1 cm beträgt.
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Verschluss : Schließen Sie die Petrischalen schnell, um eine Kontamination durch die Umgebungsluft zu vermeiden.
Sterilitätstechniken in der Mykologie
Sterilität ist einer der entscheidendsten Faktoren beim Pilzanbau, da Kontaminanten wie Bakterien und Schimmel schnell Ihre Kulturen befallen und Ihre Arbeit ruinieren können. In der Mykologie ist die Schaffung einer sterilen Umgebung während des gesamten Anbauprozesses daher unerlässlich, um zuverlässige Ergebnisse zu erzielen. Hier sind einige unverzichtbare Sterilitätstechniken, um das Kontaminationsrisiko zu minimieren.
1. Verwendung einer Laminar-Flow-Haube
Eine Laminar-Flow-Werkbank ist eine Vorrichtung, die entwickelt wurde, um eine sterile Umgebung zu bieten, indem sie die Luft filtert und in eine gleichmäßige Richtung drückt. Dies begrenzt die Zirkulation kontaminierter Luft auf den Arbeitsflächen. Wenn Sie keine Werkbank haben, können Sie in der Nähe einer Bunsenbrennerflamme arbeiten, die eine sterile Luftbarriere schafft.
2. Handschuhe und eine Maske tragen
Vor jeder Handhabung wird empfohlen, sterile Handschuhe und eine Gesichtsmaske zu tragen. Desinfizieren Sie Ihre Handschuhe vor jeder Handhabung mit 70 % Isopropylalkohol. Dies verringert die Möglichkeit, Kontaminanten von den Händen auf die Kulturen zu übertragen.
3. Sterilisation der Werkzeuge
Alle verwendeten Werkzeuge, wie Skalpelle, Zangen oder Nadeln, müssen sterilisiert werden. Die Verwendung eines Bunsenbrenners zur Sterilisation dieser Instrumente durch Hitze ist eine gängige Methode. Es ist auch möglich, sie mit 70 % Isopropylalkohol zu sterilisieren, gefolgt von einer Flamme, um die Alkoholreste zu verbrennen.
4. Sterilisation von Nährmedien
Die Nährmedien (Agar, Flüssigkeiten) müssen vor der Verwendung sterilisiert werden. Die gebräuchlichste Methode besteht darin, sie bei 121 °C für 20 bis 30 Minuten im Autoklaven oder Schnellkochtopf zu sterilisieren, um alle unerwünschten Mikroorganismen zu beseitigen.
5. Desinfektion der Arbeitsfläche
Die Arbeitsfläche muss vor und nach jeder Arbeitssitzung sorgfältig gereinigt und desinfiziert werden. Ein Spray mit 70 % Alkohol oder eine verdünnte Bleichlösung kann verwendet werden, um Oberflächen, Boxen und anderes zu handhabendes Material zu desinfizieren.
6. Minimale Öffnung von Petrischalen
Wenn Sie mit Petrischalen arbeiten, ist es wichtig, sie so wenig wie möglich zu öffnen und die Öffnung in Richtung des sterilen Luftstroms oder der Bunsenbrennerflamme zu halten, um eine Kontamination durch die Umgebungsluft zu vermeiden.
Typisches Beispiel: Einen Fruchtkörper aus der Natur für eine Kultur entnehmen
Hier ist ein Beispiel, das die Schritte beschreibt, um einen Fruchtkörper (sichtbarer Teil des Pilzes) aus der Natur zu entnehmen, ihn auf einem Sabouraud-Agar mit Chloramphenicol zur Klonierung anzubauen, ihn dann auf einem MEA-Agar zu vermehren und schließlich eine Flüssigkultur durchzuführen.
Schritt 1: Vorbereitung der Nährmedien
- Bereiten Sie ein Sabouraud-Agar mit Chloramphenicol gemäß den Anweisungen im vorherigen Artikel vor.
- Bereiten Sie auch ein MEA-Agarmedium vor, das später für die Vermehrung des Myzels verwendet wird.
Schritt 2: Entnahme des Fruchtkörpers
- Finden Sie einen gesunden Fruchtkörper in der Natur.
- In einer sterilen Umgebung reinigen Sie die Oberfläche des Fruchtkörpers mit einem in Isopropylalkohol getränkten Wattestäbchen, um die meisten externen Verunreinigungen zu entfernen. Reißen Sie den Pilz auseinander, ohne die inneren Teile des Pilzes zu berühren.
- Mit einem sterilen Skalpell schneiden Sie ein kleines Stück des inneren Gewebes des Pilzes heraus. Arbeiten Sie schnell, um die Luftzufuhr zu minimieren.
Schritt 3: Animpfen auf Sabouraud-Agar + Chloramphenicol
- In einer Petrischale mit Sabouraud-Agar, angereichert mit Chloramphenicol (zur Begrenzung des Bakterienwachstums), legen Sie das entnommene Gewebestück hinein.
- Schließen Sie die Petrischale schnell und stellen Sie sie in einen Inkubator bei einer geeigneten Temperatur (in der Regel etwa 25-27 °C für die meisten Pilzarten).
- Beobachten Sie die Schale regelmäßig, um das Wachstum des Myzels zu beobachten, das sich in Form von weißen Fäden zeigen sollte.
Schritt 4: Vermehrung auf MEA-Agar
- Sobald das Myzel auf dem Sabouraud-Agar gut entwickelt ist, übertragen Sie ein Stück dieses gesunden Myzels mit einem sterilen Skalpell auf eine neue Petrischale mit MEA-Agar.
- Dieser Transfer ermöglicht eine beschleunigte Wachstum des Myzels in einem nährstoffreicheren Medium.
Schritt 5: Vorbereitung einer Flüssigkultur
- Wenn sich das Myzel gut auf dem MEA-Agar ausgebreitet hat, ist es Zeit, zu einer Flüssigkultur überzugehen, um eine größere Biomasseproduktion zu erzielen.
- Bereiten Sie ein steriles flüssiges Nährmedium vor, wie Malzbouillon, indem Sie es im Autoklaven sterilisieren.
- In einem Bioreaktor oder einem sterilen Fläschchen inokulieren Sie dieses Medium mit einem Stück Myzel, das von der MEA-Agarplatte entnommen wurde.
- Stellen Sie die Flasche an einen trockenen und dunklen Ort bei angemessener Temperatur und schütteln Sie sie regelmäßig, um eine gute Belüftung des Mediums zu gewährleisten.
